3.8. Дополнительные методы
3.8.1. Использование листьев липы в качестве биоиндикатора солевого загрязнения почвы
Для предотвращения гололедицы на проезжих частях улиц городов часто используют песчано-солевую смесь. В весеннюю пору в период таяния снега часть соли растворяется и вместе с талой водой уносится в реки, а часть соли вместе с песком оказывается на газонах, приводя к загрязнению почвы. Большинство растений не выносит хлорид-ионов и гибнет, древесные
растения ослабляются, у них повреждаются листья, уменьшается фотосинтезирующая поверхность и замедляется рост, рано опадают листья. Особенно чувствительны к солевому загрязнению липы. Показателем
реакции липы на солевой фактор является появление краевого хлороза на листьях. Под хлорозом понимается утрата листовой пластинкой зеленой окраски вследствие разрушения хлорофилла и появления желтой окраски, что приводит к отмиранию участков листа в целом и раннему сбрасыванию их на землю. О степени засоления почвы газонов можно судить по величине повреждения листовых пластинок липы. Исследования лучше всего вести с половины июля по август, когда лист достигнет своего полного развития.
При этом следует внимательно осмотреть листья лип и выявить степень повреждения листовых пластинок. Выделяется 4 степени повреждения, соответствующие характеру засоления почв:
• первая степень загрязнения — на крае листа появляется узкая желтая полоска, в почве отмечаются следы соли;
• вторая — сильный хлороз, проявляющийся в виде широкой краевой полосы, при этом в почве отмечается среднее количество соли;
• третья — обширная зона краевого некроза с желтой пограничной полоской;
• четвертая — большая часть листовой пластинки отмирает, количество соли в почве крайне велико и граничит с пределами выносливости вида.
Исследуя характер повреждений листьев липы по кварталам, данные заносят на план города. После полного обследования можно получить реальную картину
засоления микрорайонов города и выработать предложения по оздоровлению почвы. Для борьбы с засолением иногда прибегают к смене почвенного покрова
на газонах, но это мелиоративное мероприятие ложится тяжелым бременем на городской бюджет, поэтому не следует допускать складирования сметаемого с дороги песка на газоны.
3.8.2. Использование почвенных водорослей для биоиндикации состояния почв
С водорослями как с низшими автотрофными организмами
Мы знакомимся еще в школьном курсе ботаники. Однако более детальное знакомство с этой группой организмов может быть осуществлено при изучении их индикационных свойств. Почвенные водоросли, составляя постоянную и
активную часть почвенных микроорганизмов, отражают состояние почвенной среды и используются для биодиагностики почв. Альгологический анализ (по водорослям) может быть использован для экологического мониторинга почв и в практике работы школы. Ниже дается краткое описание методов изучения почвенных водорослей и приводятся примеры использования их в индикационных целях. При затруднении в определении видового состава водорослей их идентификация может быть проведена до отдела (синезеленые, зеленые, желтозеленые, диатомовые) и использованы количественные
методы учета водорослей.
Почвенные водоросли — это совокупность нескольких
экологических группировок водорослей:
1) наземные водоросли, разрастающиеся на поверхности почвы;
2) водно-наземные, разрастающиеся на поверхности постоянно влажной почвы;
3) собственно почвенные водоросли, населяющие толщу почвенного слоя .
Водоросли представляют собой совокупность нескольких обособленных систематических отделов. Большая часть встречающихся в почвах водорослей относится к четырем отделам: синезеленые, зеленые, желтозеленые и диатомовые водоросли. Группировки водорослей в каждой почве относительно
стабильны по флористическому составу, доминирующим и специфическим видам. Разным типам почв соответствует определенный состав водорослей. Как
биоиндикаторы водоросли имеют ряд преимуществ перед другими почвенными микроорганизмами. Их можно заметить невооруженным глазом при «цветении
» почвы — позеленение поверхностного слоя при массовом разрастании микроводорослей. Некоторые виды водорослей (носток) образуют макроскопически заметные талломы, и их можно собрать. Используя школьный биологический микроскоп, дающий увеличение в 400, 600 и более раз, водоросли можно идентифицировать до вида. Анализ альгофлоры дает возможность подобрать индикаторные виды, наличие которых говорит об определенных свойствах почвы. Альгоиндикация является надежным критерием оценки направленности почвенных процессов при действии разных факторов.
3.8.2.1.Методы изучения почвенных водорослей
Методы сбора, фиксации и культивирования водорослей разнообразны. Остановимся на тех из них, которые доступны.
1. Сбор почвенных проб. На выбранном для сбора проб участке следует подробно описать растительность, рельеф местности, тип почвы. Если имеются макроскопически заметные поверхностные разрастания водорослей
в виде общего позеленения почвы, пленок, корочек, собирают поверхностный слой площадью 10 — 100 см2. Для выявления водорослей в толще целинной
почвы берут индивидуальные пробы весом 20 — 50 г, приуроченные к определенным растительным ассоциациям и к определенному почвенному горизонту. В окультуренных почвах берут смешанный образец весом
20 — 50 г, составленный из 5— 10 индивидуальных Пробы берут стерильным ножом, совком или лопатой. В полевых условиях стерилизация может быть проведена многократным втыканием ножа в исследуемую почву. Образцы почв отбирают в конверты из плотной бумаги. На конверте делается надпись простым карандашом: номер образца, дата сбора, глубина взятия. Делаются записи в полевом дневнике.
2. Определение видового состава почвенных водорослей.
Видовой состав водорослей определяется при изучении свежевзятой почвы (прямое микроскопирование) и с использованием культуральных методов.
Просмотр небольшой порции свежевзятой почвы под микроскопом в капле воды дает представление о доминирующих видах. Методом прямого мик-
роскопирования изучаются водоросли, образующие макроскопически заметные поверхностные разрастания на почве, и водоросли, образующие заметные
талломы. Главным методом выявления видового состава водорослей
является метод культур. При постановке культур пользуются общепринятыми приемами микробиологической техники, касающимися стерильности посуды, питательных растворов, воды и инструментов (автоклавирование или кипячение и стерилизация спиртом). Задача культивирования заключается в получении
интенсивного роста всех имеющихся в почве водорослей. Наиболее простым методом выявления видового состава водорослей является метод «стекол обрастания». Исследуемую почву помещают в стерильные чашки Петри, увлажняют дистиллированной водой (если почва сухая). На поверхности почвы раскладывают стерильные покровные стекла в количестве 4 — 8 на чашку. Стерилизация покровных стекол может быть проведена спиртом или легким прокаливанием в пламени спиртовки. Стекла положить так, чтобы между стеклами и почвой оставались свободные пространства— «влажные камеры». Через 5 — 7 дней можно начать просмотр стекол под микроскопом. Покровное
стекло снимают с поверхности почвы пинцетом, удаляют крупные частички почвы и кладут на предметное стекло в каплю воды. Для полного выявления видового состава водорослей в почве достаточно 3 — 6 недель культивирования. Метод «стекол обрастания» дает возможность выявить активную альгофлору исследуемой почвы, определить виды-доминанты, выявить видовой состав водорослей. Существуют также методы водных и агаровых культур, но они мало применимы, так как требуют специального оборудования и реактивов. Для определения почвенных водорослей нет специального определителя. Используются многотомные
«Определитель пресноводных водорослей СССР», «Виз-
начник прiсноводных водоростей УРСР» и др.
3. Количественные методы изучения почвенных водорослей:
1) прямое взвешивание — используется для определения массы поверхностных корочек или пленок водорослей, собранных с определенной площади (1 см2 или 1 дм2);
2) подсчет водорослей, рассеянных между частицами почвы. Для количественного учета берут среднюю пробу почвы. Средняя проба составляется из разного числа (от 5 до 10) индивидуальных проб.
Пробы отбираются способом случайного отбора или в шахматном порядке. Отбор почвенных образцов проводят с глубины 0 — 5 см. При подготовке образца к количественному анализу почву необходимо подсушить, чтобы можно было разрушить комочки, и тщательно перемешать. Затем распределить ровным слоем толщиной 0,5 см в виде прямоугольника, разделить на квадраты. Для составления навески берут из каждого квадрата небольшое количество почвы. Навески в 1 г помещают в пенициллиновые склянки. Повторность проб — 3 — 5. Допустимо хранение проб в холодильнике при 5 °С в течение нескольких суток. Если обработка проб проводится не сразу, пробы фиксируют 4% формалином (4 — 5 мл). На склянку наклеивают этикетку, на которой указывают номер пробы, дату. Приготовление препарата для прямого учета микроскопических водорослей состоит в следующем. Навеску почвы тщательно растирают в склянке с добавлением небольшого количества дистиллированной
воды (если почва свежая) или в небольшом объеме формалина. Для растирания используют пестик, изготовленный из препаровальной иглы и резинового наконечника, вырезанного пробочным сверлом. Затем добавляют воду до 4 мл, склянку тщательно взбалтывают в течение 2 минут. После 0,5 мин отстаивания
взвесь сливают в пробирку, к осадку добавляют 3 мл воды, взбалтывают 1 мин, отстаивают 0,5 мин и взвесь сливают в ту же пробирку. Процедуру повторяют
еще раз. Осадок отбрасывают, а суспензию доводят до объема 10, 20, 40 мл (в зависимости от густоты), пробирку закрывают пробкой и взбалтывают (не менее 2 мин). Затем мерной пипеткой со слегка подточенным носиком наносят каплю суспензии на предметное стекло (одну из первых капель, пока не нарушена гомогенность суспензии). Каплю закрывают покровным стеклом. Препарат готов для микроскопирования. Для замедления подсыхания препарата в каплю суспензии можно добавить каплю глицерина, перемешать краем
покровного стекла. Определяют объем капли суспензии, подсчитав число капель в 1 мл. Приготовленный к счету препарат изучают под микроскопом. Отмечают число встреченных в препарате водорослей по систематическим группам: синезеленые, зеленые и желтозеленые, диатомовые. Обязательно просчитывают три навески, а при значительном расхождении результатов — все пять. Количество клеток водорослей определяется по формуле:
х = а * в * 20,
где х — число клеток в 1 г почвы,
а — число клеток, обнаруженных при счете,
в — количество капель в 1 мл суспензии,
20 — разведение в мл.
При просмотре препарата необходимо отличать водоросли от спор грибов и от протонемы мхов. Споры грибов имеют толстую оболочку и гомогенное содержимое. Нити протонемы мхов отличаются от нитей водорослей косыми перегородками и большим количеством хлоропластов в клетках. Количество водорослей в почве подвержено резким колебаниям и изменяется за короткий промежуток в значительных пределах, поэтому для установления численности водорослей в почве необходимы многократные учеты. Альгологический метод оценки используется при изучении водного режима почв, влияния мелиорации,
Удобрений, пестицидов на почвенную биоту и др. Так, влажность почвы, действуя как постоянный экологический фактор, обусловливает специфику водорослевых сообществ и интенсивность развития отдельных видов и групп водорослей. Выявлены виды водорослей, специфичные для участков различного увлажнения почв выработанных торфянников. Индикаторами слабого увлажнения почв (40%) являются виды: Nostoc calcicola, Chlorosarcinopsis minor, Actmochloris sphaerica, Dictyoccus irregularis, Spongiococcum tetrasporum,
Characiopsis minutissima, Pleurochloris pyrenoidosa, Navicula pelliculosa,; среднего увлажнения (60%): Phormidium valderiae, Phormidium corium, Phormidium boryanum, Chlorhormidium flaccidum f. nitens, Dispora crucigenoides, Tribonema ulotrichoides, Bumilleria sicula, Navicula mutica; сильного увлажнения (80%): Gleocapsa minima, Gleocapsa minuta, Anabaena variabilis, Cylindrospermum majus, Oscillatoria splendida, Oscillatoria amoena, Oscillatoria limosa, Tetraedron minimum, Nitzschia palea.
Наблюдения за макроскопическими разрастаниями водорослей показали, что при умеренном увлажнении преобладали водоросли из отделов зеленые, желтозеленые, а при сильном увлажнении — нитчатые синезеленые из порядка осциллаториевые и зеленые водоросли из рода зигнема, являющиеся типичными гидрофильными видами. Массовые разрастания водорослей на выработанных торфяниках служат индикаторами увлажнения почв. Следует помнить, что при использовании водорослей в целях биодиагностики надо учитывать сезонную динамику их состава и численности. На неосушенных дерново-подзолистых почвах выявлены виды водорослей — показатели переувлажнения минеральных почв. Присутствие данных видов водорослей в пахотной почве указывает на ее заболачивание и необходимость проведения осушительной мелиорации. В процессе окультуривания постепенно формируются водорослевые сообщества пахотных почв, которые отличаются богатым видовым разнообразием синезеленых, зеленых, желтозеленых и диатомовых водорослей. Доминирующими видами пахотных почв являются:
Nostoc punctiforme, Anabaena sphaerica, Cylindrospermum licheniforme, Cylindrospermum muscicola (рис. 5[5]), Cylindrospermum catenatum (рис. 5 [6]), Phormidium autumnale (рис. 5 [4]), Microcoleus vaginatus (рис. 5 [3]), Navicula mutica, Hantzchia amphioxys (рис. 5 [9]), Pleurochloris magna (рис. 6.[1]), Pleurochloris anomala (рис. 6 [3]), Botrydiapsis eriensis (рис. 6[8]), Botrydiopsis arhiza, Polyedriella helvetica (рис. 6 [9]), Polyedriella irregularis (рис. 6 [10]), Characiopsis minuta (рис. 6 [12]), Heterothrix exilis (рис. 5 [7]), Chlamydomonas gloegama (рис. 5 [8]), Chlorhomidium flaccidum f. nitens .
Многие из названных видов при благоприятных условиях среды (влажности, температуры, наличии питательных веществ) образуют макроскопически заметные разрастания на поверхности почвы (рис.5). В весенний период в поверхностных разрастаниях основную численность и биомассу составляют диатомовые, зеленые, желтозеленые водоросли; летом — зеленые и желтозеленые; осенью преобладают синезеленые, составляя 93 — 99% численности и 60 — 90% биомассы поверхностных разрастаний. При этом численность водорослей в пятнах «цветения» достигает 2,0— 16,1 млн клеток на 1 см2. Желтозеленые водоросли отзывчивы на окультуривание
почвы. В старопахотных дерново-подзолистых почвах видовое разнообразие желтозеленых водорослей обычно бывает в 3 — 4 раза больше по сравнению
с целинной почвой. Желтозеленые водоросли являются показателями чистых почв (рис. 6). При различных способах загрязнения почвы данная группа водорослей исчезает.
Рис. 5. Водоросли, вызывающие "цветение«пахотных почв
1 — Nostoc sp.;
2 — Anabaena sphaerica;
3 — Microcoleus vaginatus;
4 — Phormidium autumnale;
5 — Cylindrospermum muscicola;
6 — Cylindrospermum catenatum;
7 — Xanthonema exilis;
8 — Chlamydomonas gloeogama;
9 — Hantzschia amphioxys
Рис. 6. Желтозеленые водоросли —показатели чистых почв
1 — Eustigmatos magnus;
2 — Pleurochloris imitans;
3 — Pleurochloris anomala;
4 — Pleurochloris pyrenoidosa;
5 — Pleurochloris inaequalis;
6 — Monodus chodatii;
7 — Ellipsoidion oocystoides;
8 — Botrydiopsis eriensis;
9— Vischeria helvetica;
10— Polyedriella irregularis;
11 — Characiopsis saccata;
12— Characiopsis minuta;
13— Bumilleriopsis brevis
Тератологический метод
Состояние биоты является индикатором экологического благополучия территории вследствие миграции элементов в системе «горные породы — подземные воды — газы — почва — биота». Под биотой будем понимать совокупность всех живых организмов, включая человека, связанных посредством обмена энергией и питательных веществ в единое целое. Это единое целое есть экологическая пирамида, фундаментом пирамиды являются автотрофные растения, которые трофически связаны с вершиной пирамиды — человеком.
Суть тератологического метода заключается в изучении влияния геологической среды на биоту, в частности на растительные организмы, которые в свою очередь являются биоиндикаторами геологической среды. Методика исследований разработана В.М. Захаровым и др. в рамках программы «Биотест» .
Растительная биомасса быстро реагирует на различные стрессовые воздействия, на отклонения от оптимума условий существования. Лимитирующие факторы могут быть как естественные (изменение температуры, влажности, химического состава почв и т.д), так и техногенные, которые по сравнению с естественными отличаются более катастрофичным характером проявления. Ответом на стресс (если его воздействие не выходит за пределы зоны угнетения, т.е. не приводит к гибели организма) является значительное изменение морфоструктуры растения (например, изменение формы, размера листовой пластины, удлинение или укорачивание стеблевидного черешка, утолщение кутикулы и др.) Одним из признаков естественного состояния является симметрия листовой пластины (вид симметрии двусторонний). Появление асимметрии свидетельствует о наличии неблагоприятных факторов в природной среде.
Метод изучения симметричности растений прост и характеризуется однозначностью интерпретации. Вследствие этого является одним из достоверных при изучении воздействия изменений в геологической среде, в данном случае загрязнения, на биоту.
В качестве объекта исследований были выбраны листовые пластины одуванчика Taraxacum officinale Web. У данного вида хорошо выражены элементы строения листовой пластины, также он отличается практически повсеместным распространением. В естественном состоянии листья являются симметричными.
Методика проведения тератологических исследований предполагает выполнение полевых и аналитических работ. Шаг отбора проб — 1 км. при невозможности отбора строго по профилю в той или иной точке проба отбиралась в допустимом радиусе (до 200 м) около обозначенного места с пометкой в привязке. С каждой точки отбиралось по 5 проб растительности по методу конверта.
Лабораторная обработка полевого материала сводится к расчету коэффициента асимметрии листовой пластины.
Ка=S1/S2*100%
где S1 — площадь меньшей половины листа;
S2 —площадь большей половины листа.
По результатам пяти коэффициентов с каждой пробы высчитываются средние значения коэффициента асимметрии для каждой пробы.
По полученным данным выделяются следующие критерии оценки состояния среды:
Ка > 95% — экологическая норма;
95%>Ka>90% — экологический риск;
90%>Ka>85% — экологический кризис;
Ka<85% — экологическое бедствие.